如何使用BSA方法进行遗传定位(水稻篇)

BSA虽然不是我最早接触的高通量数据分析项目(最早的是RNA-seq),但是却是我最早独立开展的数据分析项目, 我曾经专门写过一篇文章介绍如何使用SHOREMap做拟南芥的EMS诱变群体的BSA分析

在遗传定位上,相对于GWAS和binmap,BSA是一个比较省钱的策略,它只需要测两个亲本和后代中两个极端差异群体即可,但是它对实验设计,表型考察,样本挑选都有比较高的要求。如果你的表型差异并不是泾渭分明,那么还是不要用BSA比较合适。这方面知识,建议阅读徐云碧老师2016年发表在PBJ上的"Bulked sample analysis in genetics, genomics and crop improvement", 这篇教程侧重于实际分析,而非理论讲解。

用于讲解的文章题为"Identification of a cold-tolerant locus in rice (Oryza sativa L.) using bulked segregant analysis with a next-generation sequencing strategy", 发表在Rice上。 文章用的耐寒(Kongyu131)和不耐寒(Dongnong422)的两个亲本进行杂交,得到的F2后代利用单粒传法得到RIL(重组自交系)群体.之后用BWA+GATK识别SNP,计算ED和SNP-index作图。

这次实战的目标也就是得到文章关键的两张图:

ED

SNP-index

环境准备

新建一个项目,用于存放本次分析的数据和结果

mkdir -p rice-bsa 
cd rice-bsa

后续分析还需要用到如下软件:

  • wget: 一般Linux系统会自带,用于下载数据
  • seqkit: 多能的序列处理软件
  • fastp: 数据质控
  • bwa: 数据比对到参考基因组
  • samtools: 处理sam/bam文件
  • sambamba: 标记重复序列
  • bcftools: 处理vcf/bcf,能用于变异检测
  • R: 数据分析

我们需要分别下载参考基因组(IRGSP)数据和测序数据。

# rice-bsa目录下
mkdir -p ref && cd ref
wget https://rapdb.dna.affrc.go.jp/download/archive/irgsp1/IRGSP-1.0_genome.fasta.gz
gunzip IRGSP-1.0_genome.fasta.gz
# 建立索引
bwa index IRGSP-1.0_genome.fasta

之后 根据文章提供的编号,SRR6327815, SRR6327816, SRR6327817, SRR6327818 ,我们到ENA 查找对应的下载链接进行数据下载。

# rice-bsa目录下
mkdir -p data && cd data
wget ftp://ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/SRR632/005/SRR6327815/SRR6327815_{1,2}.fastq.gz
wget ftp://ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/SRR632/006/SRR6327816/SRR6327816_{1,2}.fastq.gz
wget ftp://ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/SRR632/007/SRR6327817/SRR6327817_{1,2}.fastq.gz
wget ftp://ftp.sra.ebi.ac.uk/vol1/fastq/SRR632/008/SRR6327818/SRR6327818_{1,2}.fastq.gz

因为在NCBI上下载的是SRA格式,需要做数据转换,而从ENA上可以直接下载压缩过的fastq文件,所以我更偏好于ENA。

上游预处理

对于测序数据而言,为了能够获得后续用于计算SNP-index或者ED的SNP信息,我们需要将二代测序得到的数据回贴到参考基因组上,然后利用变异检测软件找到每个样本和参考基因组的区别。

数据质控

原始数据中可能有一部分序列质量不够高,会影响后续分析,比如说测序质量不够,或者说存在接头。通常我们会都会对原始数据进行一波过滤,这里用的是fastp,优点就是快。

# rice-bsa目录下
mkdir -p 01-clean-data
fastp -i data/SRR6327815_1.fastq.gz -I data/SRR6327815_2.fastq.gz -o 01-clean-data/SRR6327815_1.fastq.gz -O 01-clean-data/SRR6327815_2.fastq.gz
fastp -i data/SRR6327816_1.fastq.gz -I data/SRR6327816_2.fastq.gz -o 01-clean-data/SRR6327816_1.fastq.gz -O 01-clean-data/SRR6327816_2.fastq.gz
fastp -i data/SRR6327817_1.fastq.gz -I data/SRR6327817_2.fastq.gz -o 01-clean-data/SRR6327817_1.fastq.gz -O 01-clean-data/SRR6327817_2.fastq.gz
fastp -i data/SRR6327818_1.fastq.gz -I data/SRR6327818_2.fastq.gz -o 01-clean-data/SRR6327818_1.fastq.gz -O 01-clean-data/SRR6327818_2.fastq.gz

序列比对

之后将各个样本的序列回帖到参考基因组

# rice-bsa目录下
mkdir -p 02-read-align
NUMBER_THREADS=80
REFERENCE=ref/IRGSP-1.0_genome.fasta
for i in `ls 01-clean-data/`; do 
    sample=${i%%_*}
    (bwa mem -M -R "@RG\\tID:${sample}\\tSM:${sample}\\tPL:ILLUMINA" \
        -t $NUMBER_THREADS $REFERENCE 01-clean-data/${sample}_1.fastq.gz 01-clean-data/${sample}_2.fastq.gz  || echo -n 'error' ) \
        | samtools sort -@ 20 -o 02-read-align/${sample}_sort.bam -
        samtools index -@ 20 02-read-align/${sample}_sort.bam
done

这里用到了稍微比较高级的shell操作

  • 变量名替换sample=${i%%_*}
  • 逻辑判断: ||
  • 子shell: ()
  • for循环: for do done

接着我门需要去除重复序列,这里的重复序列指的是拥有相同位置信息,且序列也一模一样的read,通常是由PCR扩增引起。过滤重复序列的目的是为了提高变异检测的准确性,如果一条read上出现的“变异”其实是在第一轮PCR扩增时引入的错误,那么后续的扩增只会让这个错误一直保留着,随后测序的时候这条许多又被多次测到,那么在后续的分析中由于多次出现,就有可能会变异检测软件当作真实变异。

这里用sambamba,因为它的速度比较快,且结果和picard一模一样。

# rice-bsa目录下
for i in `ls 02-read-align/*_sort.bam`; do
    sample=${i%%_*}
    sambamba markdup -r -t 10 ${sample}_sort.bam ${sample}_mkdup.bam 
done

变异检测

变异检测最常见的就是bcftools, freebayes和GATK. 这里用的是BCFtools,主要原因还是它的速度比较快。

这里为了让他的速度更快,我用了--region参数分染色体并行,由于水稻有12条染色体,相当于提速了12倍

# rice-bsa目录下
mkdir -p 03-variants
ls -1 02-read-align/*_mkdup.bam > bam_list.txt
seqkit seq -n ref/IRGSP-1.0_genome.fasta | \
while read region
do
bcftools mpileup -f ref/IRGSP-1.0_genome.fasta  \
	--redo-BAQ --min-BQ 30 \
	--per-sample-mF \
	--annotate FORMAT/AD,FORMAT/DP \
	--regions ${region} \
	-Ou --bam-list bam_list.txt  | \
	bcftools call -mv -Ob -o 03-variants/${region}.bcf &
done

之后将拆分运行的结果合并到单个文件中

# rice-bsa目录下
mkdir -p 04-variant-filter
bcftools concat --naive -o 04-variant-filter/merged.bcf 03-variants/*.bcf

变异过滤

得到VCF文件还需要进行一些过滤,来提高变异的准确性. 这个需要根据具体的项目来进行, 但是有一些固定的指标可以用来对结果进行过滤,例如

  • 测序深度
  • 非参考基因组的高质量read数
  • 是否和indel紧邻,通常和indel比较近的snp都不可靠
  • 平均的比对质量,

举个例子:

# rice-bsa目录下
cd 04-variant-filter

bcftools filter  -g3 -G10 -e'%QUAL<10 || (RPB<0.1 && %QUAL<15) || (AC<2 && %QUAL<15) || MQ < 30 || MQSB <=0.1'  merged.bcf > filter.vcf

之后,我只选择了snp用于后续分析

# 04-variant-filter目录下
bcftools view -i 'TYPE="snp" & N_ALT =1 & STRLEN(ALT) = 1' filter.vcf > snps.vcf

最终留下了将近80w的SNP。这就是后续R语言下游分析的基础。

上游处理后的数据可以从链接:https://pan.baidu.com/s/1n6CX33E6Qrpf85INMxGGAQ ( 密码:q9u3 )下载

下游分析

下游分析可能是比较成熟化的流程分析,对服务器的要求比较高一些,下游分析则是对背景知识要求高一些,例如VCF的格式,遗传学的三大定律等。

让我们先安装并加载所需的R包

install.pacakges("devtools")
install.packages("vcfR")
devtools:install_github("xuzhougeng/binmapr")
library("vcfR")
library("binmapr")

然后我们需要利用vcfR读取VCF文件

vcf <- read.vcfR("04-variant-filter/snps.vcf")

接着从VCF对象中提取两个关键信息,AD(Allele Depth)和GT(Genotype)

gt <- extract.gt(vcf)
ad <- extract.gt(vcf, "AD")

gt是一个基因型矩阵,基于之的前过滤操作,所以这里只会有"0/0", "0/1","1/1"这三种情况,而ad则是等位基因的count数. 我们用head查看前10行来了解下情况,

> head(gt)
            SRR6327815 SRR6327816 SRR6327817 SRR6327818
chr01_1151  "0/0"      "1/1"      "0/0"      "0/1"     
chr01_6918  "0/0"      "1/1"      "0/0"      "0/1"     
chr01_17263 "0/0"      "1/1"      "0/0"      "0/1"     
chr01_21546 "1/1"      "1/1"      "0/0"      "0/1"     
chr01_24732 "1/1"      "0/0"      "0/0"      "0/0"     
chr01_33667 "1/1"      "1/1"      "0/0"      "0/1" 

> head(ad)
            SRR6327815 SRR6327816 SRR6327817 SRR6327818
chr01_1151  "14,0"     "0,18"     "10,0"     "11,3"    
chr01_6918  "31,0"     "0,30"     "32,0"     "21,5"    
chr01_17263 "46,0"     "0,34"     "20,0"     "21,8"    
chr01_21546 "0,25"     "0,20"     "17,0"     "16,3"    
chr01_24732 "0,29"     "36,0"     "21,0"     "31,0"    
chr01_33667 "0,26"     "0,31"     "28,0"     "29,11" 

其中SRR6327815, SRR6327816, SRR6327817, SRR6327818 分别对应着 KY131, DN422, T-pool 和 S-pool

仔细观察的话,你会发现一个chr01_21546是一个有趣的位置,因为双亲都是纯合情况下,SRR6327818居然是 "16,3", 基因型是"0/1", 这既有可能是亲本是杂合但没有测到,也有可能是后代测错了,一个简单粗暴的方法就是删掉它。此外我们还需要考虑是选择KY131是"1/1"且 "DN422" 是 "0/0"的位点。还是选择KY131是"0/0", 且 "DN422" 是 "1/1"位点。最好的方法就是两种都测试一下。

首先测试KY131是"1/1"且 "DN422" 是 "0/0"的位点

mask <- which(gt[,"SRR6327815"] == "1/1" &  gt[,"SRR6327816"] == "0/0")

ad_flt <- ad[mask,c("SRR6327817", "SRR6327818")]
colnames(ad_flt) <- c("T_Pool", "S_Pool")

这一波过滤,我们从原来的80w位点中留下了20w个位点,因此测双亲很重要,能够极大的降低噪音。

然后,我们就可以根据AD计算SNP-index,即 ALT_COUNT / (REF_COUNT + ALT_COUNT), 在0-1之间。

freq <- calcFreqFromAd(ad_flt, min.depth = 10, max.depth = 100)

这里设了一个最大和最小深度用于计算频率,太大的深度可能是同源基因或者是重复序列,太低的深度在计算的时候不太准确。

freq2 <- freq[Matrix::rowSums(is.na(freq)) == 0, ]

接着我们就可以尝试去重现文章的结果了

par(mfrow = c(3,4))

for (i in paste0("chr", formatC(1:12, width = 2, flag=0)) ){
  freq_flt <- freq2[grepl(i,row.names(freq2)), ]
  pos <- as.numeric(substring(row.names(freq_flt), 7))
  plot(pos, freq_flt[,2] - freq_flt[,1], ylim = c(-1,1),
       pch = 20, cex = 0.2,
       xlab = i,
       ylab = expression(paste(Delta, " " ,"SNP index")))
}

snp-index-1

从图中,我惊讶的发现一些染色体上的部分区域居然都没有标记了,所以我们选择KY131是"0/0", 而 "DN422" 是 "1/1"的位点进行分析

mask <- which(gt[,"SRR6327815"] == "0/0" &  gt[,"SRR6327816"] == "1/1")

ad_flt <- ad[mask,c("SRR6327817", "SRR6327818")]
colnames(ad_flt) <- c("T_Pool", "S_Pool")


freq <- calcFreqFromAd(ad_flt, min.depth = 10, max.depth = 100)
freq2 <- freq[Matrix::rowSums(is.na(freq)) == 0, ]

par(mfrow = c(3,4))

for (i in paste0("chr", formatC(1:12, width = 2, flag=0)) ){
  freq_flt <- freq2[grepl(i,row.names(freq2)), ]
  pos <- as.numeric(substring(row.names(freq_flt), 7))
  plot(pos, freq_flt[,1] - freq_flt[,2], ylim = c(-1,1),
       pch = 20, cex = 0.2,
       xlab = i,
       ylab = expression(paste(Delta, " " ,"SNP index")))
}

snp index-2

从结果中,我们能够发现一个有趣的结果,不同的筛选标记标准会导致标记在染色体上分布发生变化,这可能意味着在某种的筛选标准下,会使得和性状有关的位点明显的被过滤掉。

根据文章里的结果,候选基因落在6号染色体的20-25M中,也就是选择KY131是"0/0", 而 "DN422" 是 "1/1"的位点结果和原文比较类似。那么如果我们原本不知道这个结果应该怎么办?这其实也不是什么问题,像我这样把两幅图都做出来,然后和实验设计者交流下,也就差不多知道答案了。

除了SNP-index外,文章还有一个ED(Euclidean distance)方法用于定位,我根据文章的公式和自己的理解写了下代码

mask <- which(gt[,"SRR6327815"] == "0/0" &  gt[,"SRR6327816"] == "1/1")

ad_flt <- ad[mask,c("SRR6327817", "SRR6327818")]

ED_list <- apply(ad_flt, 1, function(x){
  count <- as.numeric(unlist(strsplit(x, ",",fixed = TRUE,useBytes = TRUE)))
  depth1 <- count[1] + count[2]
  depth2 <- count[3] + count[4]
  
  ED <- sqrt((count[3] / depth2 - count[1] / depth1)^2 + 
               (count[4] / depth2- count[2] /depth1)^2)
  return(ED^5)
  
})

par(mfrow = c(3,4))

for (i in paste0("chr", formatC(1:12, width = 2, flag=0)) ){
  ED_flt <- ED_list[grepl(i,names(ED_list))]
  pos <- as.numeric(substring(names(ED_flt), 7))
  plot(pos, ED_flt,
       pch = 20, cex = 0.2,
       xlab = i,
       ylab = "ED")
}

ED

我复现的结果和文章的区别在于,少一个拟合线,也就是以1Mb为区间,每次滑动10Kb计算均值。以KY131是"0/0", 而 "DN422" 是 "1/1"的位点结果为例,我们来增加这条线

我写了一个函数用于根据窗口来计算均值,输入是之前snp-index的位置和对应的值,以及确定窗口的大小和步长,

calcValueByWindow <- function(pos, value,
                              window_size = 1000000,
                              step_size = 100000){
  # get the max position in the postion
  max_pos <- max(pos)
  
  # construct the window
  window_start <- seq(0, max_pos + window_size,step_size)
  window_end <- window_start + step_size
  mean_value <- vector(mode = "numeric", length = length(window_start))
  
  # select the value inside the window
  for (j in seq_along(window_start)){
    
    pos_in_window <- which(pos > window_start[j] &
                             pos < window_end[j])
    value_in_window <- value[pos_in_window]
    
    mean_value[j] <- mean(value_in_window)
    
  }
  # remove the Not A Number position
  nan_pos <-  is.nan(mean_value)
  mean_value <- mean_value[! nan_pos]
  window_pos <- ((window_start + window_end)/ 2)[!nan_pos]
  df <- data.frame(pos   = window_pos,
                   value = mean_value)
  return(df)
}

得到结果就可以用用lines在之前结果上加上均值线

par(mfrow = c(3,4))

for (i in paste0("chr", formatC(1:12, width = 2, flag=0)) ){
  
  freq_flt <- freq2[grepl(i,row.names(freq2)), ]
  pos <- as.numeric(substring(row.names(freq_flt), 7))
  snp_index <- freq_flt[,1] - freq_flt[,2]
  
  # bin
  df <- calcValueByWindow(pos = pos, value = snp_index)
  
  plot(x = pos, y =snp_index, 
       ylim = c(-1,1),
       pch = 20, cex = 0.2,
       xlab = i,
       ylab = expression(paste(Delta, " " ,"SNP index")))
  lines(x = df$pos, y = df$value, col = "red")
}

最后再对文章总结一下。文章并不是只用了BSA的方法进行定位,他们花了几年的时间用SSR分子标记确定了候选基因可能区间,用BSA的方法在原有基础上缩小了定位区间。当然即便如此,候选基因也有上百个,作者通过BLAST的方式,对这些基因进行了注释。尽管中间还加了一些GO富集分析的内容,说这些基因富集在某个词条里,有一个是DNA metabolic processes(GO:0006259),但我觉得如果作者用clusterProfiler做富集分析,它肯定无法得到任何富集结果。他做富集分析的目的是其实下面这个描述,也就是找到和抗冻相关的基因

LOC_Os06g39740 and LOC_Os06g39750,were annotated as the function of “response to cold (GO: 0009409)”, suggesting their key roles in regulating cold tolerance in rice. "

当然他还做了qRT-PCR进行了验证,最后推测LOC_Os06g39750应该是目标基因,这个基因里还有8个SNP位点。

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